Микроглия регулирует рост и целостность миелина центральной нервной системы.

Nature, том 613, страницы 120–129 (2023 г.) Процитировать эту статью

35 тысяч доступов

13 цитат

223 Альтметрика

Подробности о метриках

Миелин необходим для функционирования аксонов нейронов в центральной нервной системе, но механизмы, поддерживающие здоровье миелина, неясны. Хотя макрофаги в центральной нервной системе участвуют в здоровье миелина1, неизвестно, какие популяции макрофагов участвуют в этом процессе и на какие аспекты они влияют. Здесь мы показываем, что резидентная микроглия имеет решающее значение для поддержания здоровья миелина во взрослом возрасте как у мышей, так и у людей. Мы показываем, что микроглия не нужна для миелиновой оболочки в процессе развития. Однако они необходимы для последующей регуляции роста миелина и связанных с ним когнитивных функций, а также для сохранения целостности миелина путем предотвращения его дегенерации. Мы показываем, что потеря здоровья миелина из-за отсутствия микроглии связана с появлением миелинизирующего состояния олигодендроцитов с измененным липидным обменом. Более того, этот механизм регулируется за счет нарушения оси TGFβ1–TGFβR1. Наши результаты подчеркивают, что микроглия является многообещающей терапевтической мишенью для состояний, при которых рост и целостность миелина нарушены, например, при старении и нейродегенеративных заболеваниях2,3.

Миелин покрывает аксоны нейронов, обеспечивая их здоровье и быстрое распространение электрических импульсов для поддержки функций центральной нервной системы (ЦНС), например, когнитивных функций. Обучение и память связаны с образованием миелина и требуют, чтобы миелин имел хорошую структурную целостность. Слои миелина уплотняются до толщины, пропорциональной диаметру аксона4; однако с возрастом и при нейродегенеративных заболеваниях нарушение этих свойств миелина происходит за счет гипермиелинизации. Увеличенные участки неуплотненного миелина (где миелин растет) приводят к утолщению миелина, его распутыванию и образованию выпячиваний (называемых развертками), а в этих случаях также происходит потеря целостности миелина в результате дегенерации2,3,5. Эти изменения миелина приводят к нарушению когнитивных функций у мышей и предсказывают ухудшение когнитивных функций у пожилых приматов и людей6,7,8,9. Однако фундаментальные механизмы, которые координируют соответствующее образование, рост и целостность миелина ЦНС, неясны. Недавние исследования вовлекли в этот процесс популяцию резидентных макрофагов ЦНС, микроглии. Миелинизация и образование миелин-образующих олигодендроцитов нарушаются после истощения микроглии из-за потери функции рецептора фактора 1, стимулирующего выживание колоний (CSF1R)1. Однако этот подход также нацелен на резидентные пограничные макрофаги ЦНС (включая периваскулярные макрофаги) и моноциты крови. Таким образом, неясно, какие популяции макрофагов регулируют миелин, а конкретное участие микроглии в формировании и здоровье миелина неизвестно.

Чтобы ответить на эти вопросы, мы использовали недавно разработанную модель трансгенных мышей, в которой удален суперэнхансер интронного регуляторного элемента Fms (Fire) гена Csf1r (FireΔ/Δ; рис. 1a). Эта делеция приводит к отсутствию микроглии от развития (когда они обычно появляются) до взрослой жизни, тогда как др. макрофаги ЦНС присутствуют10,11. У этих мышей нет многих проблем, которые возникают в других моделях с дефицитом микроглии, таких как смерть в процессе развития, аномалии костей и отсутствие периваскулярных макрофагов и моноцитов ЦНС10. Используя маркер микроглии TMEM119, мы подтвердили, что микроглия истощена в самом большом участке белого вещества головного мозга, мозолистом теле (рис. 1b). Немногие макрофаги IBA1+, сохранившиеся у мышей FireΔ/Δ, были положительными по периваскулярному маркеру макрофагов LYVE1 (рис. 1c, d). Более того, наличие этих клеток было подтверждено наблюдением клеток CD206+, прилегающих к кровеносным сосудам CD31+ (расширенные данные, рис. 1а). Плотность периваскулярных макрофагов существенно не изменилась у мышей FireΔ/Δ в этот момент времени (рис. 1e) или в более старшем возрасте (расширенные данные, рис. 1b,c), несмотря на снижение экспрессии CSF1R (расширенные данные, рис. 1d – f). Сходное количество астроцитов (GFAP+SOX9+) наблюдалось в мозолистом теле мышей FireΔ/Δ и однопометников Fire+/+ (клетки GFAP+SOX9+; расширенные данные, рис. 1g,h). Примечательно, что в возрасте, когда идет миелинизация (от 25-го дня постнатального периода (P25) до P30), мыши FireΔ/Δ образовывали зрелые олигодендроциты (OLIG2+CC1+) (рис. 1f,g), которые образовывали аналогичную долю линии олигодендроцитов. (OLIG2+), как и у однопометников Fire+/+ (рис. 1з). Миелин образовывался у мышей FireΔ/Δ, на что указывает экспрессия миелиновых белков MAG, MBP, CNPase, MOG и PLP в мозолистом теле (рис. 1i и расширенные данные, рис. 2a–c) и мозжечке (расширенные данные). рис. 2г,д). Ультраструктурный анализ подтвердил, что миелинизация протекает у мышей FireΔ/Δ (рис. 1i) без существенной разницы в количестве миелинизированных аксонов по сравнению с мышами Fire+/+ (рис. 1j) независимо от диаметра аксонов (рис. 1k). Наши результаты показывают, что микроглия необходима для созревания олигодендроцитов и формирования миелиновой оболочки в процессе развития. Это открытие контрастирует с предыдущими приписываниями этих функций микроглии после истощения всех популяций макрофагов ЦНС.

50% reduction of IBA1+ cells at 3 months of age (Extended Data Fig. 7a–c). Compared with mice fed the control diet, microglia depletion from 2 to 3 months of age resulted in enlarged inner tongues and thicker myelin (Extended Data Fig. 7d–g), whereas depletion from 5 to 6 months of age caused patchy demyelination (Extended Data Fig. 7j–l). Oligodendrocyte numbers were unchanged (Extended Data Fig. 7h,i). Therefore, microglia depletion in adult mice mirrored the hypermyelination and myelin degeneration observed at equivalent ages in FireΔ/Δ mice, which indicated that microglia are required for myelin maintenance once it is already formed./p> 0.9999, respectively; two-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. h, Lipidomics analysis represented as log2(fold change (FC)) in FireΔ/Δ mice versus Fire+/+ mice, with upregulated lipid species indicated in red and downregulated lipid species indicated in blue, ordered based on desaturation of fatty acids (double bonds) and total class value (0–6). Boxes indicate lipid species of interest. SM, sphingomyelins; CE, cholesterol esters; CER, ceramides; DCER, dihydroceramides; HexCER, hexosylceramides; TG, triaglycerides; DG, diacylglycerides; PC, phosphatidylcholine; LPC, lysophosphatidylcholine; PC-O, 1-alkyl,2-acylphosphatidylcholines; PC-P, 1-alkenyl,2-acylphosphatidylcholines; PE, phosphatidylethanolamine; LPE, lysophosphatidylethanolamine; PE-O, 1-alkyl,2-acylphosphatidylethanolamines; PE-P, 1-alkenyl,2-acylphosphatidylethanolamines; PG, phosphatidylglycerol; P I, phosphatidylinositol; PS, phosphatidylserine. n = 3 mice per group. One-sample t-test of log2(FC) against a value of 0: SM-0, **P = 0.0058; SM-3, *P = 0.0202; SM-0–6, *P = 0.0347; CE-2, *P = 0.0384; CE-6, *P = 0.0474; CE-0–6, *P = 0.0276; CER-1, *P = 0.0171; TG-1, *P = 0.0301; TG-2, *P = 0.0116; TG-3, *P = 0.0432; TG-0–6, *P = 0.0412; LPC-0, *P = 0.0415; PG-6, **P = 0.0055; PS-2, *P = 0.0459./p> 0.9999 Kruskal–Wallis with Dunn's multiple comparisons test. j, FireΔ/Δ mice were treated with SRI-011381 hydrochloride (SRI; 30 mg kg–1) or vehicle from 2–3 months of age. k, Images of FireΔ/Δ mice treated with vehicle or SRI-011381. l, Images of FireΔ/Δ mice treated with vehicle or SRI-011381 indicating inner tongue size (orange) and myelin thickness (asterisks). m, Inner tongue thickness versus axon diameter. n = 100 axons per mouse, and n = 3 vehicle treated and 4 SRI treated. ***P < 0.0001, simple linear regression of slopes. Vehicle versus SRI and versus Fire+/+, ***P < 0.0001; SRI versus Fire+/+, P = 0.0519, Kruskal–Wallis with Dunn's multiple comparisons test. n, Myelin thickness versus axon diameter. n = 100 axons per mouse, and n = 3 vehicle treated and 4 SRI treated. ***P < 0.0001, simple linear regression of slopes. Vehicle versus SRI and versus Fire+/+, ***P < 0.0001; SRI versus Fire+/+, P > 0.9999, Kruskal–Wallis with Dunn's multiple comparisons test. Scale bars, 1 µm (f,g,k,l) or 25 µm (b)./p>80% power for all experiments. Both males and females were used throughout the study, except for open-field experiments, for which only male mice were used. Animals were randomized to time points analysed. ARRIVE2 guidelines were followed in providing details of experiments, quantifications and reporting./p>

3.0.CO;2-R" data-track-action="article reference" href="https://doi.org/10.1002%2F%28SICI%291096-9861%2820000410%29419%3A3%3C364%3A%3AAID-CNE8%3E3.0.CO%3B2-R" aria-label="Article reference 7" data-doi="10.1002/(SICI)1096-9861(20000410)419:33.0.CO;2-R"Article CAS Google Scholar /p> 0.9999 and 0.7698, Mann Whitney and 2-tailed unpaired Student's t-test, respectively. At 3-4 months, n = 5 FIRE+/+ and 4 FIREΔ/Δ mice, at 6 months, n = 5 FIRE+/+ and 3 FIREΔ/Δ mice. d) Flow cytometry gating strategy for assessment of non-microglial myeloid cells (including BAMs; CD11b+ CD45hi) for panels (e) and (f). e) Intensity of expression of CSF1R in FIRE+/+ and FIREΔ/Δ mice in CD11b+CD45lo microglia (MG) versus CD11b+CD45hi myeloid cells. f) Mean Fluorescence Intensity (MFI) of CSF1R ± s.e.m. in non-microglial myeloid cells (including BAMs) in FIRE+/+ and FIREΔ/Δ mice. ****P < 0.0001, 2-tailed unpaired Student's t-test. n = 4 FIRE+/+ and 5 FIREΔ/Δ mice g) Images of astrocytes (SOX9; green; GFAP+; magenta) at 1 month of age in the corpus callosum. Scale bar, 75 μm. Inset shows magnified view of double positive cells. Scale bar, 25 μm. h) Mean SOX9+ GFAP+ cells/mm2 ± s.e.m. at 1 month of age in the corpus callosum. n = 5 mice per group. Non-significant, P = 0.4799, 2-tailed unpaired Student's t-test./p>

0.9999, Repeated measures 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. c) Mean primary errors ± s.e.m. during training phase. n = 13 FIRE+/+ mice and 10 FIREΔ/Δ mice. Non-significant, Day 1: P = 0.9649; Day 2: P = 0.5968; Day 3: P = 0.8884; Day 4: P = 0.6028; Day 5: P = 0.9215; Day 6: P = 0.9437, Repeated measures 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. d) Mean percentage of time spent in the target quadrant± s.e.m., n = 13 FIRE+/+ and 10 FIREΔ/Δ. Dotted line indicates 25% chance. Non-significant between genotypes, 1hr: P = 0.7337; 3d: P > 0.9999, 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. e) Mean number of nose pokes into holes during 1hr probe test ± s.e.m., n = 13 FIRE+/+mice and 9 FIREΔ/Δ mice. Target **P = 0.0019, 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. f) Mean number of nose pokes into holes during 3d probe test ± s.e.m., n = 13 FIRE+/+mice and 9 FIREΔ/Δ mice. Non-significant, P = 0.9329, 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. g) Reversal phase: Target hole 2 (blue) is 180° from the original target; mice require cognitive flexibility to adapt to the new target. h) Mean primary latency (sec) ± s.e.m. over 3 training days. n = 13 FIRE+/+ and 9 FIREΔ/Δ. Non-significant across all training days between genotypes, Day 1: P = 0.9999; Day 2: P = 0.5186; Day 3: P = 0.9622, Repeated measures 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. i) Mean primary errors ± s.e.m. during reversal days. n = 13 FIRE+/+ and 9 FIREΔ/Δ. Day 1: *P = 0.0488, Day 2: *P = 0.0142, Day 3: P = 0.6727, Repeated measures 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. j) Mean percentage of time spent in the target quadrant during reversal probe test ± s.e.m. n = 13 FIRE+/+ mice and 9 FIREΔ/Δ mice. Dotted line indicates 25% chance. Non-significant, P = 0.6933, 2-tailed unpaired Student's t-test. k) Mean number of nose pokes into holes during reversal probe test ± s.e.m. n = 13 FIRE+/+ mice and 9 FIREΔ/Δ mice. Non-significant P = 0.9657, 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. l) Schematic of Open Field test. m) Total distance travelled (m) during 10-min Open Field test ± s.e.m. n = 37 mice: n = 15 FIRE+/+ mice (7 young, 8 middle-aged); n = 22 FIREΔ/Δ mice (12 young, 10 middle-aged). Young mice = 4–8 weeks of age, Middle aged mice = 11–13 months of age. Non-significant, Young: P = 0.9997; Middle-aged: P > 0.999, 2-way ANOVA. n) Percentage (%) of time spent in the centre of the arena during Open Field test ± s.e.m. n = 37 mice: n = 15 FIRE+/+ mice (7 young, 8 middle-aged); n = 22 FIREΔ/Δ mice (12 young, 10 middle-aged). Young mice = 4–8 weeks of age, Middle aged mice = 11–13 months of age. Non-significant, Young: P = 0.7899; Middle-aged: P > 0.9995, 2-way ANOVA. o) Mean distance travelled (m) during training days ± s.e.m. n = 13 FIRE+/+ mice and 9 FIREΔ/Δ mice. Non-significant, P = 0.9607, >0.9999, >0.9999, 0.9955, 0.6583, 0.6034, Repeated measures 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. p) Mean distance travelled (m) during reversal days ± s.e.m. n = 13 FIRE+/+ mice and 9 FIREΔ/Δ mice. Non-significant, P = 0.7856, 0.9784, 0.8626, Repeated measures 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. q) Mean speed (m/s) during training days ± s.e.m. n = 13 FIRE+/+ mice and 9 FIREΔ/Δ mice. Non-significant, P = 0.9998, >0.9999, 0.6667, 0.9995, 0.9831, 0.9995, Repeated measures 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. r) Mean speed (m/s) during reversal days ± s.e.m. n = 13 FIRE+/+ mice and 9 FIREΔ/Δ mice. Non-significant, P = > 0.9999, 0.9940, 0.1561, Repeated measures 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test./p>

0.9999; CC1-: P > 0.9999, 1-way ANOVA with Tukey's multiple comparisons test. d) Representative images of EdU+ (magenta) CC1+ (green) OLIG2+ (white) triple positive cells (arrows). Scale bar, 25 µm. e) Images of corpus callosum 6 weeks post cognitive testing. Scale bar, 1 µm. f) Mean number of myelinated axons/mm2 ± s.e.m. in untrained versus trained mice. n = 3 mice/group in untrained category, 4 trained FIRE+/+ mice and 6 trained FIREΔ/Δ mice. FIRE+/+ mice *P = 0.0364, FIREΔ/Δ mice non-significant, P = 0.8537, 2-tailed unpaired Student's t-test. g) Mean percentage increase in myelinated axons in trained FIRE+/+ and FIREΔ/Δ mice. n = 3 mice per group in untrained category, 4 trained FIRE+/+ mice and 6 trained FIREΔ/Δ mice. h) Correlation between mean myelinated axons per mm2 and reversal day 1 (RD1) primary errors or average primary errors in FIRE+/+ and FIREΔ/Δ mice. Each data point represents an individual mouse. n = 4 FIRE+/+ and 6 trained FIREΔ/Δ mice./p>

1 µm: *P = 0.0263, 2-tailed unpaired Student's t-test. e) Images of mature oligodendrocytes co-expressing OLIG2 (white) and CC1 (magenta) at 6 months of age. Scale bar, 75 µm. f) Mean OLIG2+ CC1+ cells/mm2 ± s.e.m. n = 5 FIRE+/+ and 3 FIREΔ/Δ. Non-significant, P = 0.6400, 2-tailed unpaired Student's t-test. Mean proportion of cells of the oligodendrocyte lineage (OLIG2+) which are mature (CC1+; black) or immature (CC1-; grey) ± s.e.m. n = 5 FIRE+/+ and 3 FIREΔ/Δ. Non-significant, CC1+: P = 0.9938; CC1-: ns P = 0.9938, 1-way ANOVA with Tukey's multiple comparisons test. g) Images of mature oligodendrocytes co-expressing OLIG2 (white) and CC1 (magenta) at 3-4 months of age. Scale bar, 75 µm. h) Mean OLIG2+ CC1+ cells/mm2 ± s.e.m. n = 5 mice/group. Non-significant, P = 0.9825, 2-tailed unpaired Student's t-test. Mean proportion of cells of the oligodendrocyte lineage (OLIG2+) which are mature (CC1+; black) or immature (CC1-; grey) ± s.e.m. n = 5 mice per group. Non-significant, CC1+: P = 0.7076; CC1-: P = 0.7076, 1-way ANOVA with Tukey's multiple comparisons test. i) Images of FIRE+/+ and FIREΔ/Δ mouse corpus callosum at 4.5 months of age indicating onset of demyelination in the latter (magenta asterisks), examples of myelinated axons of medium-large calibre indicated by green asterisks. Scale bars, 5 µm and 1 µm. j) Mean number of myelinated axons/mm2 ± s.e.m. n = 3 mice/group. **P = 0.0042, 2-tailed unpaired Student's t-test. k) Mean myelin thickness per small (<0.6 µm) or medium-large (>0.6 µm) axon diameter bin ± s.e.m. at 3-4 months of age. n = 3 mice/group. <0.6 µm: non-significant, P = 0.8978; >0.6 µm: *P = 0.0491, 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. l) Mean of diameters (0.7290 µm) of demyelinated axons per representative image ± s.e.m. in FIREΔ/Δ mice. n = 3 mice./p>

1 µm WT vs. Plp-creERT;Tgfbr1fl/fl **P = 0.0037 and Plp-creERT;Tgfbr1fl/fl vs. Tgfbr1fl/fl ***P = 0.0003, 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. f) Mean number of myelinated axons ± s.e.m./axon diameter bin in 3-month-old FIREΔ/Δ mice following treatment with vehicle control or SRI-011381 hydrochloride from 2 to 3 months of age. n = 3 Vehicle-treated and 4 SRI-treated mice. Non-significant, P = 0.9202, 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. g) Mean inner tongue thickness (µm) ± s.e.m. per axon diameter bin in 3-month-old FIREΔ/Δ mice following treatment with vehicle control or SRI-011381 hydrochloride from 2 to 3 months of age. n = 3 Vehicle-treated and 4 SRI-treated mice. 0.5-1.0 µm: *P = 0.0334, >1 µm: ****P < 0.0001, 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test. h) Mean myelin thickness (µm) ± s.e.m./axon diameter bin in 3-month-old FIREΔ/Δ mice following treatment with vehicle control or SRI-011381 hydrochloride from 2 to 3 months of age. n = 3 Vehicle-treated and 4 SRI-treated mice. 0.5-1.0 µm: **P = 0.0027, >1 µm: ****P < 0.0001, 2-way ANOVA with Sidak's multiple comparisons test./p>